В статье представлена проточно-инжекционная методика определения фтора в биологических объектах с ионометрическим детектированием аналитического сигнала. Описаны возможности применения автоматического потенциометрического титратора «Титрион», позволяющего проводить управляемое дозирование раствора и регистрировать электродвижущую силу электродной системы для выполнения проточно-ионометрических измерений в комбинации со специально сконструированной измерительной ячейкой. Ячейка представляет собой смонтированный в едином пластиковом корпусе инжектор, позволяющий вводить пробу при помощи микрошприца, камеру смешивания, и камеры для рабочего электрода и электрода сравнения. Подобраны оптимальные условия выполнения измерений: скорость прохождения раствора через ячейку, параметры перемешивания пробы с буферным раствором, найден наиболее рациональный способ построения градуировочного графика. Успешно проведена апробация методики на стандартном образце состава фторапатита, а также образцах почечных камней и зубной эмали человека, раковины моллюска (Viviparus viviparus L.), переведённых в раствор обработкой соляной кислотой. Разработанная методика позволяет проводить экспрессное определение фтора в биологических объектах, используя малое количество исследуемого вещества (10–20 мг) с абсолютным пределом обнаружения 10 нг в объёме анализируемого раствора 1–25 мкл. Диапазон определения концентрации фторид-иона составил 30–500 нг в анализируемом объёме пробы. Относительная погрешность измерения для диапазона измеряемых концентраций не превышает ± 10 % отн. Предлагаемый подход к выполнению анализа перспективен для разработки методик микроопределения иодид-, нитрат-, хлорид- и других анионов в биологических пробах и объектах окружающей среды.
1. Gornostaeva E.A., Fuks S.L. The effect of fluorinated compounds on living organisms (review) // Theoretical and Applied Ecology. 2017. No. 1. P. 14–24 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2017-1-014-024
2. Kozvonin V.A., Kutyavina T.I., Ashikhmina T.Ya. Perfluorocarbon compounds as potential environmental and human health risks: a review // Theoretical and Applied Ecology. 2025. No. 2. P. 6–15 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2025-2-006-015
3. Nikiforova V.A., Vardanyan M.A., Lapina S.F. Chemical and ecological-biological characteristics of fluorine in the environment // Trudy Bratskogo gosudarstvennogo universiteta. Seriya: Estestvennye i inzhenernye nauki. 2021. V. 1. P. 245–250 (in Russian).
4. Evdokimova G.A., Mozgova N.P. Comparative estimation of soil and plant pollution in the impact area of air emissions from an aluminium plant after technogenic load reduction // Theoretical and Applied Ecology. 2015. No 4. P. 64–68 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2015-4-064-068
5. Lieberman R.N., Izquierdo M., Córdoba P., Palmerola N.M., Querol X., de la Campa A.M.S., Font O., Cohen H., Knop Y., Torres-Sánchez R., Sánchez-Rodas D., Muñoz- Quiros C., de la Rosa J. The geochemical evolution of brines from phosphogypsum deposits in Huelva (SW Spain) and its environmental implications // Sci. Total Environ. 2020. V. 700. Article No. 134444. doi: 10.1016/j.scitotenv.2019.134444
6. Krasavtseva E.A., Kaganovich N.I. Geoecological assessment of fluorine contamination of environmental components in the zone of influence of an abandoned raremetal mine in the Murmansk region // Ecology and Industry of Russia. 2024. V. 28. No 10. P. 66–71 (in Russian). doi: 10.18412/1816-0395-2024-10-66-71
7. Petrenko D.B., Korsakova N.V., Vasiliev N.V. Accumulation of fluorine-containing compounds in soils of roadside territories in the Moscow Region // Theoretical and Applied Ecology. 2018. No. 1. P. 52–59 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2018-1-052-059
8. Agalakova N.I., Gusev G.P. Effect of inorganic fluorine on living organisms of different phylogenetic level // J. Evol. Biochem. Phys. 2011. V. 47. No. 5. P. 393–406. doi: 10.1134/S002209301105001X
9. Barberio A.M., Hosein F.S., Quiñonez C., McLaren L. Fluoride exposure and indicators of thyroid functioning in the Canadian population: implications for community water fluoridation // J. Epidemiol. Commun. Health. 2017. V. 71. No. 10. P. 1019–1025. doi: 10.1136/jech-2017-209129
10. Jiménez-Córdova M.I., Cárdenas-González M., Aguilar-Madrid G., Sanchez-Peña L.C., Barrera-Hernandez Á., Domínguez-Guerrero I.A., González-Horta C., Barbier O.C., Del Razo L.M. Evaluation of kidney injury biomarkers in an adult Mexican population environmentally exposed to fluoride and low arsenic levels // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2018. V. 352. P. 97–106. doi: 10.1016/j.taap.2018.05.027
11. Tang Q.Q., Du J., Ma H.H., Jiang S.J., Zhou X.J. Fluoride and children’s intelligence: a meta-analysis // Biol. Trace Elem. Res. 2008. V. 126. P. 115–120. doi: 10.1007/ s12011-008-8204-x
12. Trivedi M.H., Verma R.J., Chinoy N.J., Patel R.S., Sathawara N.G. Effect of high fluoride water on intelligence of school children in India // Fluoride. 2007. V. 40. No. 3. P. 178–183.
13. Carvalho M.L., Karydas A.G., Casaca C., Zarkadas C., Paradellis T., Kokkoris M., Nsouli B., Chinha A.S. Fluorine determination in human healthy and carious teeth using the PIGE technique // Nucl. Instrum. Methods Phys. Res., Sect. B. 2001. V. 179. No. 4. P. 561–567. doi: 10.1016/ S0168-583X(01)00684-X
14. Hering F., Briellmann T., Seiler H., Rutishauser G. Fluoridation of drinking water: Effects on kidney stone formation // Urol. Res. 1985. V. 13. No. 4. P. 175–178. doi: 10.1007/BF00261819
15. Kierdorf U., Kierdorf H. Temporal variation of fluoride concentration in antlers of roe deer (Capreolus capreolus) living in an area exposed to emissions from iron and steel industry, 1948–2000 // Chemosphere. 2003. V. 52. No. 10. P. 1677–1681. doi: 10.1016/S0045-6535(03)00443-0
16. Droganova T.S., Polikarpova L.V., Petrenko D.B., Vasilev N.V. Acid phosphatase activity in the hepar of a river snail (Viviparus viviparus) under the influence of fluoride ion // Bulletin of the Moscow State Regional University. Series: Natural sciences. 2014. No. 5. P. 14–19 (in Russian).
17. Palczewska-Komsa M., Kalisińska E., Kosik-Bogacka D.I., Łanocha N., Budis H., Baranowska-Bosiacka I., Gutowska I., Chlubek D. Fluoride accumulation in dog bones // Fluoride. 2014. V. 47. No. 2. P. 98–108.
18. Jáudenes-Marrero J.R., Paz-Montelongo S., Hardisson A., Rubio C., Cerdán-Pérez S., Gutiérrez-Fernández Á.J. Fluoride exposure from consumption of some animal-based foods in an outermost region of Europe // J. Food Compos. Anal. 2024. V. 133. Article No. 106395. doi: 10.1016/j.jfca.2024.106395
19. Yokoyama Y., Kano K., Kondo Y., Miyahara Y., Miyazaki K., Abe T. Fluoride ion-selective electrode for organic solutions // Anal. Chem. 2021. V. 93. No. 45. P. 15058–15062. doi: 10.1021/acs.analchem.1c03064
20. Mondal N.K. Diagnosis of fluorosis by analysis of fluoride content in body fluids using ion selective electrode method // Adv. Exp. Med. Biol. 2021. V. 1306. P. 121–127. doi: 10.1007/978-3-030-63908-2_9
21. Zhang C., Aarts M.G.M., van der Ent A. A simple and low-cost method for fluoride analysis of plant materials using alkali extraction and ion-selective electrode // Plant Methods. 2025. V. 21. No. 1. Article No. 98. doi: 10.1186/ s13007-025-01412-6
22. Frant M.S., Ross J.W.Jr. Electrode for sensing fluoride ion activity in solution // Science. 1966. V. 154. No. 3756. P. 1553–1555. doi: 10.1126/science.154.3756.1553
23. Yusenko E.V., Kapsargin F.P., Nesterenko P.N. Determination of fluoride ions in urinary stones by ion chromatography // J. Anal. Chem. 2014. V. 69. No. 5. P. 474–479. doi: 10.1134/S1061934814050128
24. Hu K.K., Huang W., Su Y.H., Hu R.Z. Simultaneous determination of fluorine and iodine in urine by ion chromatography with electrochemical pretreatment // Chin. Chem. Lett. 2009. V. 20. No. 12. P. 1483–1486. doi: 10.1016/j.cclet.2009.05.030
25. Guimarães I.C., Rezende C.C., Fracassi da Silva J.A., Pereira de Jesus D. Simultaneous determination of free fluoride and monofluorophosphate in toothpaste by capillary electrophoresis with capacitively coupled contactless conductivity detection // Talanta. 2009. V. 78. No. 4–5. P. 1436–1439. doi: 10.1016/j.talanta.2009.02.041
26. Durst К.А., Taylor J.К. Modification of the fluoride activity electrode for microchemical analysis // Anal. Chem. 1967. V. 39. No. 12. P. 1483–1485. doi: 10.1021/ac60256a033
27. Brambilla E., Felloni A., Fadini B.L., Strohmenger C.L. A simplified micromethod for fluoride analysis // Arch. Oral Biol. 1998. V. 43. No. 10. P. 819–823. doi: 10.1016/s0003-9969(98)00060-0
28. Tyler J.E., Poole D.F. The rapid measurement of fluoride concentrations in stored human saliva by means of a differential electrode cell // Arch. Oral Biol. 1989. V. 34. No. 12. P. 995–998. doi: 10.1016/0003-9969(89)90058-7
29. Petrenko D.B., Dmitrieva V.Yu., Gazarov R.A., Vasil’ev N.V. Potentiometric micromethod for the determination of fluoride ion in natural objects // Fluorine Notes. 2018. V. 3 (118). Article No. 1–2. doi: 10.17677/fn20714807.2018.03.01
30. Hara H., Yabuuchi К., Higashida M., Ogawa M. Determination of free and total fluoride in rain water using a continuous-flow system equipped with a fluoride ion-selective electrode detector // Anal. Chem. Acta. 1998. V. 364. No. 1–3. P. 117–123. doi: 10.1016/S0003-2670(98)00169-X
31. Santos J.R., Lapa R.A., Lima J.L. Development of a tubular fluoride potentiometric detector for flow analysis: evaluation and analytical applications // Anal. Chem. Acta. 2007. V. 583. No. 2. P. 429–436. doi: 10.1016/j.aca.2006.10.020
32. Flow chemical analysis // Problems of analytical chemistry / Ed. Yu.A. Zolotov. Moskva: Nauka, 2014. 428 p. (in Russian).
33. Korostelev P.P. Preparation of solutions for chemicalanalytical works. Moskva: Nauka, 1964. 398 p. (in Russian).
34. Orlitskaya A.O., Shorin S.V., Zaitsev N.K., Yuritsyn V.V. Application of the automatic weighing titrator “Titrion” for the analysis of tap water // Vodoochistka. Vodopodgotovka. Vodosnabzhenie. 2013. No. 5. P. 16–20 (in Russian).
35. Korsakova N.V., Kokina T.A., Sushchevskaya T.M., Varshal G.M. Potentiometric determination of sulfide sulfur in solutions filling inclusions in minerals // Geokhimiya. 1991. V. 29. No. 1. P. 46–56 (in Russian).
Сведения о финансировании:
Исследование выполнено в рамках реализации государственного задания Министерства просвещения Российской Федерации (KFRF-2026-0026; рег. № 1025112100002-1-5.3.1; Тема: «Научнометодическое обоснование совершенствования системы подготовки педагогических кадров по профилям математика, физика, химия, биология, география в вузах Министерства просвещения в условиях интеграции науки и образования»).
Исследовано влияние пиретроидов на морфофункциональное состояние и активность фермента обменного комплекса кислой фосфатазы (КФ) в тканях пищеварительной железы (гепатопанкреаса) пресноводного моллюска живородки речной (Viviparus viviparus L.). Альфа-циперметрин и лямбда-цигалотрин, применявшиеся в эксперименте, относятся к синтетическим пиретроидам. По механизму действия на насекомых они являются нейротропными веществами и используются в качестве инсектицидов в различных направлениях борьбы с насекомыми. При остром воздействии альфа-циперметрин и лямбда-цигалотрин вызывают увеличение активности КФ в 3–5 раз относительно значений, полученных в контрольной группе животных. При проведении энзим-электрофореза в опытных группах на фоне увеличения активности КФ под действием пиретроидов отмечен синтез новых множественных форм фермента в гепатопанкреасе моллюсков. При оценке морфологического состояния тканей гепатопанкреаса живородки речной отмечено появление клеток в состоянии кариопикноза, кариорексиса, кариолизиса и единичные некротизированные клетки. Полученные результаты активности и изменения в составе множественных форм КФ живородки речной в нормальных условиях и при воздействии альфа-циперметрина и лямбда-цигалотрина свидетельствуют о формировании неспецифической адаптации в ответ на действие пиретроидных пестицидов.
3. Eni G., Ibor O.R., Andem A.B., Oku E.E., Chukwuka A.V., Adeogun A.O., Arukwe A. Biochemical and endocrine-disrupting effects in Clarias gariepinus exposed to the synthetic pyrethroids, cypermethrin and deltamethrin // Comp. Biochem. Physiol. C: Toxicol. Pharmacol. 2019. V. 225. Article No.108584. doi: 10.1016/j.cbpc.2019.108584
4. Hill I.R. Effects on non-target organisms in terrestrial and aquatic environments // The pyrethroid insecticides / Ed. J.P. Leahey. Philadelphia: Taylor & Francis, 1985. P. 151–262. doi: 10.1021/bk-2008-0991.ch014
5. Zimmer E.I., Preuss T.G., Norman S., Minten B., Ducrot V. Modelling effects of time-variable exposure to the pyrethroid beta-cyfluthrin on rainbow trout early life stages // Environ. Sci. Eur. 2018. V. 30. No. 1. Article No. 36. doi: 10.1186/s12302-018-0162-0
6. Ait Ayad M., Ait Fdil M., Mouabad A. Effects of cypermethrin (pyrethroid insecticide) on the valve activity behavior, byssal thread formation, and survival in air of the marine mussel Mytilus galloprovincialis // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 2011. V. 60. No. 3. P. 462–470. doi: 10.1007/s00244-010-9549-7
7. Bradbury S.P., Coats J.R. Comparative toxicology of the pyrethroid insecticides // Reviews of environmental contamination and toxicology / Ed. G.W. Ware. New York: Springer-Verlag, 1989. P. 133–177. doi: 0.1007/978-1-4613-8850-0_4
8. Köprücü K., Yonar S.M., Şeker E. Effects of cypermethrin on antioxidant status, oxidative stress biomarkers, behavior, and mortality in the freshwater mussel Unio elongatulus eucirrus // Fish. Sci. 2010. V. 76. No. 6. P. 1007–1013. doi: 10.1007/s12562-010-0293-8
9. Ray M., Bhunia A.S., Bhunia N.S., Ray S. Density shift, morphological damage, lysosomal fragility and apoptosis of hemocytes of Indian molluscs exposed to pyrethroid pesticides // Fish Shellfish Immunol. 2013. V. 35. No. 2. P. 499–512. doi: 10.1016/j.fsi.2013.05.008
10. Mandal A.H., Sadhu A., Ghosh S., Saha N.C., Mossotto C., Pastorino P., Saha S., Faggio C. Evaluating the impact of neonicotinoids on aquatic non-target species: A comprehensive review // Environ. Toxicol. Pharmacol. 2025. V. 113. Article No. 104606. doi: 10.1016/j.etap.2024.104606
11. Werner I., Moran K. Effects of pyrethroid insecticides on aquatic organisms // Synthetic pyrethroids: occurrence and behavior in aquatic environments: ACS symposium series. 2008. V. 991. P. 310–335. doi: 10.1021/ bk-2008-0991.ch014
12. Gorbatov V.S., Astaikina A.A., Aptikaev R.S., Tikhonov V.V. Comparative hazard and risk assessment of pesticides for aquatic organisms // Agrokhimiya. 2019. No. 11. P. 17– 26 (in Russian). doi: 10.1134/S0002188119110061
13. Fernández San Juan M.R., Cortelezzi A., Albornoz C.B., Landro S.M., Arrighetti F., Najle R., Lavarias S.M.L. Toxicity of pyrethroid cypermethrin on the freshwater snail Chilina parchappii: lethal and sublethal effects // Ecotoxicol. Environ. Safety. 2020. V. 196. Article No. 110565. doi: 10.1016/j.ecoenv.2020.110565
14. Tishina E.A., Polikarpova L.V., Droganova T.S., Lazareva A.A., Vasiliev N.V. Multiple forms of enzyme systems of gastropod molluscs under the action of pyrethroids // Anthropogenic impact on aquatic organisms and ecosystems: sbornik materialov VIII vserossiyskoy konferentsii po vodnoy ekotoksikologii, posvyashchennoy 85-letiyu so dnya rozhdeniya B.A. Flerova. Yaroslavl: Filigran, 2023. P. 109–111 (in Russian).
15. Droganova T.S., Polikarpova L.V., Konichev A.S. River snail liver protein spectrum in normal conditions and when intoxicated with lead(II) ions // Theoretical and Applied Ecology. 2019. No. 3. P. 109–113 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2019-3-109-113
16. Konin D.N., Konichev A.S. Heavy metal ions effect on proteolytic activity in the liver of Viviparus viviparus L. molluscs // Bulletin of Moscow State Regional University. Series: Natural Sciences. 2007. No 1. P. 3– 6 (in Russian).
17. Tishina E.A., Droganova T.S., Polikarpova L.V. Effect of organophosphorus compounds on changes in the qualitative composition of proteins of freshwater mollusks // Ecosystem transformation affected by natural and anthropogenic factors: materialy mezhdunarodnoy nauchnoy konferentsii. Kirov: Vyatka State University, 2019. P. 162–165 (in Russian).
18. Kovačić I., Fafanđel M., Perić L., Batel I. Effect of environmental pollutant mixtures on acid DNase activity in mussel Mytilus galloprovincialis: ex situ and in situ study / Bull. Environ. Contam. Toxicol. 2017. V. 99. No. 4. P. 433–437. doi: 10.1007/s00128-017-2162-y
19. Nusetti O., Marcano L., Zapata E., Esclapés M., Nusetti S., Lodeiros C. Immunological and antioxidant enzyme responses in the pearl oyster Pinctada imbricata (Mollusca: Pteridae) exposed to sublethal levels of fuel oil // Interciencia. 2004. No 6. V. 29. P. 324–328 (in Spanish).
20. Droganova T.S., Konichev A.S., Petrenko D.B., Polikarpova L.V., Tsvetkov I.L. Influence of sodium fluoride and fluoroacetic acid on the activity of acidic DNase, acid phosphatase and the spectrum of soluble proteins of the freshwater snail, Viviparus viviparus L. // Bulletin of Moscow State Regional University. Series: Natural Sciences. 2017. No. 4. P. 36–45 (in Russian).
21. Lοwry O.H., Rοsenbrought N.J., Farr A.L., Rangal R.L. Protein measurement with the Fοlin Phenol Reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. No. 2. P. 265–275. doi: 10.1016/S0021-9258(19)52451-6
22. Andersch M.A., Szczypinski A.J. Use of p-nitrophenyl phosphate as the substrate in determination of serum acid phosphatase // Am. J. Clin. Pathol. 1947. V. 17. No. 7. P. 571–574. doi: 10.1093/ajcp/17.7_ts.571
23. Loida Z., Gossrau R., Schibler T. Enzyme histochemistry: laboratory methods. Moskva: Mir, 1982. 272 p. (in Russian).
24. Livingstone D.R. Biotechnology and pollution monitoring: use of molecular biomarkers in the aquatic environment // J. Chem. Tech. Biotechnol. 1993. V. 57. P. 195–211. doi: 10.1002/jctb.280570302
25. Narbonne J.F., Garrigues P., Ribera D., Raoux C., Mathieu A., Lemaire P., Salaun J.P., Lafaurie M. Mixedfunction oxygenase enzymes as tools for pollution monitoring: field studies on the French coast of the Mediterranean Sea // Comp. Biochem. Physiol. C Comp. Pharmacol. Toxicol. 1991. V. 100. No. 1–2. P. 37–42. doi: 10.1016/0742-8413(91)90118-d
26. Tishina E.A., Droganova T.S., Polikarpova L.V., Vasiliev N.В. Effect of phosphorus-containing pesticides on the enzymatic activity and multiple forms of acid phosphatase of river snail (Viviparus viviparus L.) // Theoretical and Applied Ecology. 2024. No. 2. P. 151 –158 (in Russian). doi: 10.25750/1995-4301-2024-2-151-158
27. Das B.K., Mukherjee S.C. Toxicity of cypermethrin in Labeo rohita fingerlings: biochemical enzymatic and haematological consequences // Comp. Biochem. Physiol. C Toxicol. Pharmacol. 2003. V. 134. No. 1. P. 109–121. doi: 10.1016/s1532-0456(02)00219-3
28. Johal M.S., Sandhu G.S., Kaur R. Effect of fenvalerate on acid and alkaline phosphatase activity in certain tissues of Heteropneustes fossilis (Bloch) // Pollut. Res. 2002. V. 21. No. 3. P. 309–313.
29. Kumar A., Sharma B., Pandey R.S. Assessment of stress in effect to pyrethroid insecticides, λ-cyhalothrin and cypermethrin, in a freshwater fish, Channa punctatus (BLOCH) // Cell. Mol. Biol. (Noisy-le-grand). 2012. V. 58. No. 1. P. 153–159.
30. Rebecchi B., Franchini A., Bolognani Fantin A.M. The digestive gland of Viviparus ater (Mollusca, Gastropoda, Prosobranchia): an ultrastructural and histochemical study // Tissue Cell. 1996. V. 28. No. 6. P.731–739. doi: 10.1016/s0040-8166(96)80076-0
31. Griffond B., Gomot L. Cultivation in vitro of organs of the fresh water gastropod prosobranch mollusk Viviparus viviparus L. // In Vitro. 1974. V. 10. P. 206–215. doi: 10.1007/BF02615234
Исследовано действие повышенных концентраций экотоксикантов анионного типа (на примере нитрат- и арсенат-анионов) на морфофункциональное состояние ткани и активность кислых фосфатаз (КФ) гепатопанкреаса моллюска живородка речная (Viviparus viviparus L.). Изменение удельной активности кислой фосфатазы у моллюсков в тканях гепатопанкреаса свидетельствует о нарушении метаболизма у исследованных животных, что подтверждается при оценке морфофункционального состояния тканей. При действии нитрат-ионов отмечаются сравнительно небольшие фазы повышения и снижения удельной активности КФ (в 1,5 раза по сравнению с контрольными значениями). К 96 часам экспозиции активность фермента остаётся выше контрольных значений. Действие арсенат-ионов приводит к более выраженной патологии тканей и существенному изменению удельной активности фермента, которая не стабилизируется даже через 30 суток после удаления токсиканта из воды. Полученные данные могут быть использованы в эколого-биохимическом мониторинге загрязнений пресных вод.
Ключевые слова: эколого-биохимический мониторинг, гидробионты, живородка речная, кислая фосфатаза, активность ферментов, множественные формы ферментов, нитрат- и арсенат-анионы, морфофункциональное состояние
Список процитированных источников
1. Дроганова Т.С., Поликарпова Л.В., Коничев А.С. Белковые спектры печени живородки речной в норме и при интоксикации ионами свинца(II) // Теорeтическая и прикладная экология. 2019. № 3. С. 109–113. doi: 10.25750/1995-4301-2019-3-109-113
2. Попов A.П., Коничев А.С., Цветков И.Л. Влияние токсичных соединений техногенного происхождения на активность и множественные формы кислой ДНКазы живородки речной (Viviparus viviparus L.) // Прикладная биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. № 5. С. 518–523.
3. Tsvetkov I.L., Popov A.P., Konichev A.S. Acid phosphatase complex from the freshwater snail Viviparus viviparus L. under standard conditions and intoxication by cadmium ions // Biochemistry (Moscow). 2003. V. 68. No. 12. P. 1327–1334 (in Russian). doi: 10.1023/B:BIRY. 0000011654.71353.2a
4. Дроганова Т.С., Поликарпова Л.В., Тишина Е.А., Анка М., Петренко Д.Б., Васильев Н.В. Влияние ионов Zn2+ на активность кислых нуклеаз пресноводных мол-на активность кислых нуклеаз пресноводных мол-активность кислых нуклеаз пресноводных мол-активность кислых нуклеаз пресноводных мол-кислых нуклеаз пресноводных мол-кислых нуклеаз пресноводных мол-нуклеаз пресноводных мол-нуклеаз пресноводных мол-пресноводных мол-пресноводных мол-мол-моллюсков // Известия РАН. Серия биологическая. 2022. № 2. C. 219–224. doi: 10.31857/S1026347022020056
5. Namasivayam C., Sangeetha D., Gunasekaran R. Removal of anions, heavy metals, organics and dyes from water by adsorption onto a new activated carbon from jatropha husk, an agro-industrial solid waste // Process Safety and Environmental Protection. 2007. V. 85. No. 2. P. 181–184. doi: 10.1205/psep05002
6. Saha A., Ahweyevu J.O., Baker E.M., Penn D. II, Saha S. Assessment of common anion and cation contaminants in surface waterbodies in Statesboro, Georgia, USA // Earth Syst. Environ. 2022. V. 6. P. 617–630. doi: 10.1007/s41748-022-00300-6
7. Зыкова Е.Л., Довнар А.К., Филиппова В.А., Лысенкова А.В. Санитарно-химическая оценка содержания анионов-токсикантов в природных водах Гомельской области // Проблемы здоровья и экологии. 2014. № 4 (42). С. 125–129. doi: 10.51523/2708-6011.2014-11-4-24
8. Solving the Nitrate Problem: progress in research and development. London: MAFF Publications, 37 p. [Электронный ресурс] https://archive.org/details/ b32226998/mode/2up (Дата обращения: 21.04.2026).
9. Галиулин Р.В., Башкин В.Н., Галиулина Р.А. Канцерогенный риск загрязнения нитратами водных экосистем // Проблемы анализа риска. 2016. Т. 13. № 3. С. 30–33. doi: 10.32686/1812-5220-2016-13-3-30-33
10. Camargo J.A., Alonso A., Salamanca A. Nitrate toxicity to aquatic animals: a review with new data for freshwater invertebrates // Chemosphere. 2005. V. 58. No. 9. P. 1255–1267. doi: 10.1016/j.chemosphere.2004.10.044
11. Cheng S.-Y., Chen J.-C. Study on the oxyhemocyanin, deoxyhemocyanin, oxygen affinity and acid-base balance of Marsupenaeus japonicus following exposure to combined elevated nitrite and nitrate // Aquat. Toxicol. 2002. V. 61. No. 3-4. P. 181–193. doi: 10.1016/s0166445x(02)00053-x
12. Чарыкова М.В., Кривовичев В.Г., Депмайер В. Физико-химические условия образования минералов мышьяка в приповерхностных обстановках // Вестник Санкт-Петербургского университета. Серия 7: Геология, география. 2008. Выпуск 4. С. 62–81.
13. Moore J.W., Ramamoorthy S. Heavy Metals in Natural Waters. Springer New York, 1984. 268 p. doi: 10.1007/978-1-4612-5210-8
14. Zhang W., Chen L., Zhou Y., Wu Y., Zhang L. Biotransformation of inorganic arsenic in a marine herbivorous fish Siganus fuscescens after dietborne exposure // Chemosphere. 2016. V. 147. P. 297–304. doi: 10.1016/j.chemosphere.2015.12.121
15. Zhang W., Guo Z., Zhou Y., Chen L., Zhang L. Comparative contribution of trophic transfer and biotransformation on arsenobetaine bioaccumulation in two marine fish // Aquat. Toxicol. 2016. V. 179. Р. 65–71. doi: 10.1016/j.aquatox.2016.08.017
16. Альберт А. Избирательная токсичность. Физикохимические основы терапии / под ред. В.А. Филова. В 2 томах. Т. 1. М.: Медицина, 1989. 400 с.
17. Альберт А. Избирательная токсичность. Физикохимические основы терапии / под ред. В.А. Филова. В 2 томах. Т. 2. М.: Медицина, 1989. 432 с.
18. Agah H., Leermakers M., Elskens M., Fatemi S.M.R., Baeyens W. Accumulation of trace metals in the muscle and liver tissues of five fish species from the Persian Gulf // Environ. Monit. Assess. 2009. V. 157. No. 1-4. Р. 499–514. doi: 10.1007/s10661-008-0551-8
19. Новиков М.А., Горбачева Е.А., Лаптева А.М. Содержание мышьяка в промысловых рыбах Баренцева моря (по многолетним данным) // Известия ТИНРО. 2021. Т. 201. № 4. С. 833–844. doi: 10.26428/1606-99192021-201-833-844
20. Дроганова Т.С., Коничев А.С., Петренко Д.Б. Поликарпова Л.В., Цветков И.Л. Влияние фторида натрия и фторуксусной кислоты на активность кислой ДНКазы, кислой фосфатазы и спектр растворимых белков гепатопанкреаса живородки речной // Вестник Московского государственного областного университета. Серия: Естественные науки. 2017. № 4. С. 36–45. doi: 10.18384/2310-7189-2017-4-36-45
21. Andersch M.A., Szczypinski A.J. Use of p-nitrophenylphosphate as the substrate in determination of serum acid phosphatase // Am. J. Clin. Pathol. 1947. V. 17. No. 7. P. 571–574. doi: 10.1093/ ajcp/17.7_ts.571
22. Lοwry O.H., Rοsebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Fοlin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. No. 1. P. 265–275.
23. Ornstein L. Disc electrophoresis. I. Background and theory // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1964. V. 121. P. 321– 349. doi: 10.1111/j.1749-6632.1964.tb14207.x
24. Davis B.J. Disc electrophoresis – II. Method and application to human serum proteins // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1964. V. 121. No. 2. P. 404–427. doi: 10.1111/j.17496632.1964.tb14213x
25. Burstone M.S. Enzyme histochemistry, and Its Application in the Study of Neoplasms. Academic Press, 1962. 621 p.
26. Lojda Z., Gossrau R., Schiebler T.H. Enzyme Histochemistry. A laboratory Manual. Springer, 1979. 344 p. doi: 10.1007/978-3-642-67234-7
27. Babson A.L., Read P.A. A new assay for prostatic acid phosphatase in serum // American Journal of Clinical Pathology. 1959. V. 32. No. 1. P. 88–91. doi: 10.1093/ ajcp/32.1_ts.88
28. Тишина Е.А., Поликарпова Л.В., Дроганова Т.С., Лазарева А.А., Васильев Н.В. Множественные формы ферментативных систем брюхоногих моллюсков при действии пиретроидов // Антропогенное влияние на водные организмы и экосистемы: Сборник материалов VIII Всероссийской конференции по водной экотоксикологии, посвящённой 85-летию со дня рождения Бориса Александровича Флёрова. Борок: Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН, 2023. С. 109–111.
Фосфорорганические пестициды применяются в сельском хозяйстве и для обработки ландшафтно-парковых зон вследствие высокой эффективности и экономической доступности. Выявлено изменение активности и состава множественных форм кислой фосфатазы (КФ) гепатопанкреаса (пищеварительной железы) пресноводного моллюска
живородки речной (Viviparus viviparus L.) при действии осфорорганических пестицидов. Глифосат и малатион вызывают увеличение активности фермента в остром токсикологическом эксперименте. Глифосат (нейротропная активность неизвестна) вызывает прирост активности фермента, в 1,5–3,0 раза превышающее его нормальную активность, в то время как малатион (холиномиметик) вызывает увеличение активности КФ в 5–8 раз. Показано, что повышение активности фермента у моллюсков опытных групп связано с появлением новых множественных форм КФ, которые сохраняются на протяжении всего эксперимента. Состав множественных форм фермента у моллюсков контрольной группы на протяжении экспозиции не изменяется. Приведённые данные свидетельствуют о формировании неспецифической адаптации в ответ на действие фосфорорганических пестицидов и подтверждают, что активность КФ гепатопанкреаса живородки речной может являться адекватным индикатором токсического воздействия в эколого-биохимическом мониторинге загрязнений пресных вод.
С применением ионометрического метода изучено содержание общего и водо-растворимого фтора в крупнолистовом и пакетированном чае, реализуемом в Московском регионе. Содержания фторид-ионов в настоях чая, полученных классическим способом заваривания, составили 1,1–4,5 мг/дм3, при среднем значении 3,1 мг/ дм3. Средние значения концентраций фтора в настоях крупно-листовых и пакетированных чаёв оказались близки и составили 3,3 и 2,8 мг/ дм3 соответственно. Общее содержание фтора в исследованных образцах варьирует в диапазоне 290–760 мг/кг и в среднем составляет 409 мг/кг. Установлено, что употребление чая обеспечивает около 80% от суточной нормы фтора, что способствует профилактике кариеса и характеризуется низкой вероятностью возникновения отрицательных последствий воздействия фторидов на организм в долгосрочной перспективе.
ISSN 1995-4301
Выбор параметров просмотра
),_okraska_–_gematoksilin_i_eozin,_×400.jpg)
),_okraska_–_gematoksilin_i_eozin,_×_400.jpg)
),_okraska_–_gematoksilin_i_eozin,_×_400.jpg)
